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HIV-1 - Human immunodeficiency virus 1 (Retroviren). Reife Virionen (rote Hülle) sammeln sich an der Oberfläche eines T-Lymphozyten (Wirtszelle). Transmissions-Elektronenmikroskopie, Ultradünnschnitt. Weiter lesen
Koloniewachstum eines aeroben Sporenbildners (Bacillus sp.) auf Blutagar ohne Hämolyse. Weiter lesen
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Stand: 20.12.2023
Änderungen gegenüber der Version vom 4.12.2023: Anpassung der Grafik und des begleitenden Textes.
Für eine Information zu Eigenschaften von SARS-CoV-2 und seinen Varianten verweisen wir auf ein separates Dokument auf der RKI-Webseite.
Die Infektion mit dem SARS-CoV-2 präsentiert sich mit einem breiten aber unspezifischen Symptomspektrum, sodass die virologische Diagnostik wesentlich für die ätiologische und prognostische Bewertung im Krankheitsfall sowie das Meldewesen ist.
Im Folgenden werden Hinweise zur korrekten Durchführung von SARS-CoV-2 spezifischen Tests gegeben.
Die Infektion mit SARS-CoV-2 weist ein breites, aber unspezifisches Symptomspektrum auf. Fieber und Husten sind wichtige Leitsymptome, doch können auch andere Symptome im Zusammenhang mit den konkreten Umständen wegweisend sein.
Eine Testung ist indiziert, wenn aufgrund von Anamnese, Symptomen oder Befunden ein klinischer Verdacht besteht, der mit einer SARS-CoV-2-Infektion vereinbar ist. Dies gilt unabhängig vom Impf- oder Genesenenstatus des Patienten. Gerade bei älteren Personen kann die Erkennung von Symptomen schwierig sein (Arons et al., 2020; Graham et al., 2020; McMichael et al., 2020) (Abul et al., 2023). Die Entscheidung, ob ein Test bei einer symptomatischen Person durchgeführt wird, trifft der/die behandelnde Arzt/Ärztin. Komplikationen können insbesondere bei Risikopatienten und -patientinnen durch die frühe Erkennung einer SARS-CoV-2-Infektion und eine frühe geeignete Intervention (z.B. antivirale Medikation), vermieden werden.
Der Nachweis von SARS-CoV-2 ermöglicht im Einzelfall eine ätiologisch begründete Einschätzung zum Auftreten möglicher Komplikationen (z.B. thromboembolische Komplikationen, die Entwicklung eines ARDS) sowie die spezifische Beratung zum Verhalten im Hinblick auf die mögliche Weiterverbreitung etwa auf gefährdete Personen im (z.B. häuslichen) Umfeld des Patienten sowie zur Überwachung des Krankheitsverlaufes. Eine Diagnostik sollte unter Berücksichtigung der epidemischen Situation durchaus niederschwellig indiziert werden. Bei entsprechendem klinischem Verdacht ist es sinnvoll, die Probe ggf. differentialdiagnostisch auch auf andere saisonal relevante respiratorische Erreger (z.B. Influenzavirus und/ oder RSV) zu untersuchen.
Weitere Indikationen zur Testung können sich aus epidemiologischen Fragestellungen ableiten und auf Veranlassung des Gesundheitsamtes erfolgen.
Dies betrifft auch den Kontext von Ausbruchssituationen (Leitfaden für den Öffentlichen Gesundheitsdienst zum Vorgehen bei Häufungen von COVID-19) oder wenn eine Symptomatik nicht zuverlässig erhoben werden kann.
Von einer massenhaften ungezielten Testung von asymptomatischen Personen wird aufgrund der unklaren Aussagekraft eines negativen Ergebnisses (lediglich Momentaufnahme) in der Regel abgeraten. Weiterhin kann es unter Berücksichtigung der Verbreitung des Erregers und einer entsprechenden Risikoanalyse insbesondere in vulnerablen Bereichen stationärer Einrichtungen geboten sein, Personen ohne erkennbare Beschwerden nach einem festgelegten Schema hinsichtlich einer SARS-CoV-2-Infektion zu untersuchen, um nosokomiale Übertragungen möglichst zu vermeiden (www.rki.de/covid-19-patientenversorgung). Bei der Entscheidung zu einem solchen Vorgehen sollte entsprechend die jeweils aktuelle epidemiologische Situation und das geübte Hygieneregime in Abstimmung mit dem Hygienefachpersonal berücksichtigt werden.
Weitere Informationen zur Testung asymptomatischer Personen finden sich im Kapitel „Bemerkungen zur Interpretation von Laborergebnissen“.
Auf die jeweils aktuellen Verlautbarungen der zuständigen Stellen der Länder wird ausdrücklich hingewiesen.
Lollitests
Eine einfache und nicht-invasive Probenentnahmetechnik stellt die Testung mittels sogenannter Lollitests dar, bei denen für ca. 30 Sekunden an einem Abstrichtupfer gelutscht bzw. der Abstrichtupfer im Mund hin- und herbewegt wird. Dieses Verfahren ist insbesondere für jüngere Kinder (Kita- und Grundschulalter) gut geeignet. Für präventive Testungen können diese Tupfer im PCR-Pool-Verfahren getestet werden (Dewald et al., 2021; Seifried et al., 2021b).
Immunität liegt nach Infektion oder Impfung in unterschiedlichen Ausprägungen und Dauer vor. Respiratorische Viren induzieren im Allgemeinen funktionale bzw. protektive Immunität (Schutz vor Erkrankung), jedoch keine anhaltende sterile Immunität (Schutz vor jeglicher, d.h. auch asymptomatischer Infektion). Der Schutz vor Infektion wird nach derzeitigem Kenntnisstand im Wesentlichen über neutralisierende Antikörper vermittelt (Pollard and Bijker, 2021), deren Aktivität im Zeitverlauf variiert: Innerhalb der ersten 2 Monate nach natürlicher Infektion bzw. Impfung erreicht die Neutralisierungsaktivität ihren Höchststand und anschließend fällt sie ab (Anand et al., 2021; Dan et al., 2021; Doria-Rose et al., 2021; Marot et al., 2021). Die Schutzwirkung (Dauer und Umfang) einer Impfung hängt von verschiedenen Faktoren ab, z.B. dem individuellen Immunstatus; dem Zeitintervall, das seit Impfung vergangen ist; dem eingesetzten Impfstoff; der Präsenz von Antikörpern am Ort der Infektion; dem Alter des Geimpften; der Infektionsdosis bei Exposition; und der infizierenden Virusvariante.
Die im Rahmen der Zulassung bzw. zeitnah danach bekanntgewordenen Leistungsparameter haben für alle in Deutschland zugelassenen SARS-CoV-2-Impfstoffe Sicherheit, Schutz vor symptomatischer Erkrankung und sehr gute Effektivität gegen schwere Erkrankung und Tod demonstriert (Baden et al., 2021; Polack et al., 2020; Voysey et al., 2021). Die Impfstoffe induzieren also eine funktionale Immunität. Inwieweit sie vor jeglicher, d.h. auch asymptomatischer oder mild symptomatischer Infektion (und Weitergabe des Virus) schützen, wurde im Rahmen der Zulassungsstudien nicht hinreichend erfasst. In Beobachtungsstudien zu dieser Fragestellung zeigte sich, dass die Impfschutzwirkung gegen eine Infektion generell niedriger ist als Impfschutzwirkung gegen schwere Erkrankung und Tod (Bergwerk et al., 2021; Emary et al., 2021; Lopez Bernal et al., 2021; Pritchard et al., 2021; Tang et al., 2021; Thompson et al., 2021). Dies gilt insbesondere, wenn die Impfung lang zurückliegt, der Immunstatus reduziert ist, sowie wenn die infizierende Variante stark immunevasiv gegenüber dem Impfantigen ist (Cordery et al., 2022; Lopez Bernal et al., 2021; Pulliam et al., 2022). Umgekehrt wird die Schutzwirkung der Impfung gegen schwere Erkrankung durch immune waning bzw. Immunevasion im Allgemeinen deutlich weniger beeinträchtigt als die Schutzwirkung gegen Infektion per se, insbesondere wenn drei Impfungen erfolgt sind (Bobrovitz et al., 2023; Chemaitelly et al., 2021; Tseng et al., 2022). Die jeweils aktuellen verfügbaren Daten werden an anderer Stelle veröffentlicht (Harder et al., 2021).
Übertragungsrelevante Viruslastwerte finden sich sowohl bei geimpften als auch bei ungeimpften Personen (Bergwerk et al., 2021; Emary et al., 2021; Pritchard et al., 2021; Puhach et al., 2022) und Virustransmissionen durch geimpfte Personen sind wohldokumentiert (Bergwerk et al., 2021; Bobrovitz et al., 2023; Lyngse et al., 2022; Singanayagam et al., 2022; Tan et al., 2023).
Studien unter geimpften und ungeimpften Infizierten weisen darauf hin, dass in der frühen Infektionsphase vergleichbare Viruskinetiken mit ähnlichen Spitzenwerten der Viruskonzentration bestehen, während in der späten Infektionsphase bei Geimpften ein etwas rascherer Abfall der Viruslasten erfolgt (bei geimpften Infizierten also eine etwas kürzere Gesamtausscheidungsdauer zu beobachten ist) (Chia et al., 2022; Kissler et al., 2021b; Puhach et al., 2022).
Geimpfte Personen weisen häufiger asymptomatische und paucisymptomatische Verläufe auf (z.B. Präsentation mit Schnupfen, Hals- oder Kopfschmerzen [siehe https://joinzoe.com/learn/covid-new-top-10-covid-symptoms]) als ungeimpfte Personen (Antonelli et al., 2021). Testkonzepte in besonders vulnerablen Bereichen müssen dies berücksichtigen und behalten, unabhängig vom Impfstatus, eine wichtige Bedeutung (www.rki.de/covid-19-absonderung).
Reinfektionen nach Genesung können wiederholt vorkommen (Cavanaugh et al., 2021; Hansen et al., 2021; Nguyen et al., 2023), weswegen auch für genesene Personen mit Symptomen eine Testung empfohlen wird.
Bei Verdacht auf das Vorliegen einer Infektion mit dem Coronavirus SARS-CoV-2 sollten je nach klinischer Situation und Fragestellung Untersuchungsmaterial aus den oberen Atemwegen entnommen werden. Im Regelfall werden 2 Abstriche des oberen Respirationstraktes, zunächst oropharyngeal (Rachenabstrich), dann nasopharyngeal (Nasen-Rachen-Abstrich) zeitgleich durchgeführt; möglich ist die Überführung zweier Abstrichtupfer in dasselbe Transportmedium oder die Abnahme beider Abstriche mit demselben Abstrichtupfer.
Falls möglich und klinisch geboten, können ergänzend Proben aus den tiefen Atemwegen entnommen werden (Schutzmaßnahmen beachten): bronchoalveoläre Lavage, Trachealsekret oder Sputum (bei Patienten mit produktivem Husten; Arbeitsschutz beachten).
Die Qualität der Diagnostik wird wesentlich von der korrekten Gewinnung geeigneten Probenmaterials zum jeweils geeigneten Zeitpunkt (bezogen auf den Infektionszeitpunkt und -verlauf) bestimmt.
Nasopharynx-Abstriche stellen die Referenzmethode der Probenentnahme für den Nachweis von SARS-CoV-2 aus dem oberen Respirationstrakt dar (WHO, 2020b). Im Vergleich zu diesen Abstrichen ist die Entnahme von Rachenabstrichen für die meisten Patienten leichter tolerierbar, bei vergleichbarer (Wolfel et al., 2020) bzw. etwas niedrigerer (Covid-Investigation Team, 2020; Wang et al., 2020) diagnostischer Sensitivität der molekularen Diagnostik. Der korrekten Probennahme kommt beim Erregernachweis große Bedeutung zu, und die oben angegebenen Materialien weisen auf die medizinisch gebotenen und jeweils sinnvollen Abstrichmaterialien hin.
Insbesondere bei wiederholter Beprobung außerhalb der medizinischen Diagnostik besteht oft der Wunsch nach weniger belastenden Abstrichmethoden. Um dabei keinen zu großen Verlust an Sensitivität (im Vergleich zum „professionellen“ tiefen nasopharyngealen Abstrich) zu erleiden, sollte vor der Durchführung eines „Mund-/ Rachenabstrichs“ bei geschlossenem Mund zunächst geräuspert werden, um etwa Sekret aus dem Rachenraum weiter nach vorn in den Mundraum zu transportieren. Anschließend kann der „Mund-/Rachenabstrich“ genommen werden (etwa durch Einführen des Tupfers bis zum Zungengrund und Andrücken des Tupfers an den Gaumen (wie beim vorsichtigen Lutschen zur guten Benetzung des verwendeten Tupfers; s. auch unten „Anderes Probenmaterial“).
Vor dem Abstrich des Nasenvorhofes sollte in ein Einwegtaschentuch geschnäuzt werden (welches anschließend hygienisch entsorgt wird). Anschließend erfolgt dann der Abstrich beider Nasenvorhöfe (rechts und links).
Die Kombination beider Abstriche (ggf. auch mit einem dafür geeigneten Tupfer; erst Rachen dann Nase) kann die Sensitivität durch Berücksichtigung beider Regionen des oberen Respirationstraktes erhöhen (Tsang et al., 2021). Einige Tests geben die Möglichkeit oraler und nasaler Probennahme in der Gebrauchsanweisung an.
Grundsätzlich gilt, dass die Aussagekraft von Antigen-Tests bei Vorliegen von Symptomen des oberen Respirationstraktes höher ist. Die Angaben des Herstellers sind dabei zu berücksichtigen.
Verschiedentlich wird die Verwendung anderer Probenmaterialien, wie z.B. von Rachenspülwasser/Gurgelwasser und Speichel diskutiert, um die Akzeptanz bei wiederholter Beprobung zu erhöhen. Die Verwendung dieser Probenmaterialien sollte unter Berücksichtigung des jeweiligen Settings sowie in enger Absprache mit dem Labor erfolgen. Es ist zu bedenken, dass weniger Erfahrungswerte zu diesen Materialien vorliegen und, je nach Entnahme- bzw. Laborprotokoll (z.B. Art des sich anschließenden Testverfahrens), die Sensitivität bei Verwendung dieser Materialien der Referenzmethode (s. oben) mehr oder weniger ausgeprägt unterlegen sein kann. Für beidseitige Nasenabstriche wurde in einer Studie eine Sensitivität der PCR von 94-96% im Vergleich zur Referenzmethode ermittelt (Tu et al., 2020).
Für Speichel bzw. Speichel-Tupfer beschreiben einige Gruppen eine geringere klinisch-diagnostische Sensitivität der PCR (Chen et al., 2020; Hiroi et al., 2021; Iwasaki et al., 2020; Jamal et al., 2020; McCormick-Baw et al., 2020; To et al., 2020; Williams et al., 2020), während andere Gruppen eine vergleichbare bzw., im Fall einiger Studien, auch höhere Sensitivität der PCR-Diagnostik feststellten (Huber et al., 2021; Rao et al., 2020; Teo et al., 2021; Wyllie et al., 2020). Die Gewinnung erfolgt hier ggf. auch in Form eines „Lolli-Tupfers“ im Rahmen von PCR-Pooltestungen (Seifried et al., 2021b).
Für Rachenspülwasser deuten mehrere Studien auf eine mit nasopharyngealen Abstrichen vergleichbare Sensitivität der PCR hin; je nach Spülvolumen und -technik könnte es hier jedoch zu Verdünnungseffekten mit unter Umständen hoher Ergebnisvariabilität kommen (Guo et al., 2020; Malecki et al., 2020; Saito et al., 2020). Probengefäße für Speichel und Rachenspülwasser nehmen mehr Platz in Anspruch als Abstrichtupfer. Beim Gurgeln (Rachenspülwasser) und auch bei der Speichelgewinnung besteht die Gefahr der Aerosolbildung, und entsprechende Vorsichtsmaßnahmen müssen vor Probengewinnung getroffen werden.
Die Angaben zur Eignung der genannten Proben sind nicht unmittelbar auf die Anwendung eines Antigennachweises zu übertragen. Hier müssen die Angaben des Herstellers sowie die Ergebnisse unabhängiger Validierungsstudien zur Eignung des Materials berücksichtigt werden (Brummer et al., 2021). Die derzeit verfügbaren Daten unterstützen eine Empfehlung für die Verwendung von Speichel als Probenmaterial für Antigentests nicht,- hierbei wäre mit deutlich eingeschränkter Sensitivität zu rechnen (Brummer et al., 2021; ECDC, 2021a; Seifried et al., 2021a).
Eine unter fachkundiger Anleitung und Beobachtung erfolgende Selbstbeprobung durch die zu untersuchende Person kann eine Exposition für das Gesundheitspersonal verringern. Bei rund 500 Patienten zeigten angeleitete, selbstentnommene beidseitige vordere Nasenabstriche und Abstriche der mittleren Nasenmuschel gute Übereinstimmung mit dem durch medizinisches Personal entnommenen Nasenrachenabstrich in der SARS-CoV-2 PCR-Testung (Tu et al., 2020).
Bei Abstrichen ist zu beachten, dass für den Virusnachweis geeignete Tupfer verwendet werden („Virustupfer“ mit entsprechendem Transport-Medium oder notfalls trockene Tupfer; keine Agar-Tupfer). Für Hinweise zur korrekten Durchführung der Probennahme wird auf das WHO-Dokument „Laboratory biosafety guidance related to coronavirus disease (COVID-19)“ verwiesen, sowie auf die Angaben des jeweiligen Labors und des Herstellers des Tests. Wir verweisen außerdem auf die Empfehlungen des Ausschusses für Biologische Arbeitsstoffe zu Arbeitsschutzmaßnahmen bei der point-of-care SARS-CoV-2 Diagnostik.
Alle Proben sollten das Labor schnellstmöglich nach Entnahme erreichen. Die Stabilität von SARS-CoV-2 in Probenmaterialien wurde von Rogers et al. evaluiert und als sehr hoch befunden (Rogers et al., 2020). Kurze Transportzeiten sind auch im Hinblick auf die Einleitung von Maßnahmen auf der Basis des Befundes grundsätzlich anzustreben.
Bei der Anwendung von POCT sind die Angaben des Herstellers hinsichtlich der dabei zu beachtenden Temperatur zu berücksichtigen (s. auch unten bei Antigentests).
Klinische Proben von Verdachtsfällen zum Nachweis von SARS-CoV-2 sind als „Biologischer Stoff, Kategorie B“ der UN-Nr. 3373 zuzuordnen und nach Maßgabe der Verpackungsanweisung P650 zu verpacken. Der Versand sollte wenn möglich gekühlt erfolgen (s. Probenentnahme).
Die Verpackung besteht aus 3 Komponenten, Primär-, Sekundär- und Außenverpackung, die oft in folgender Ausfertigung kommerziell erhältlich ist:
Die verschlossenen Versandstücke sind als „Biologischer Stoff, Kategorie B“ und "UN 3373" in Raute (Seitenlänge mind. 50 x 50 mm) zu kennzeichnen. Die Angabe der Telefonnummer einer verantwortlichen Person ist sinnvoll.
Der Versand sollte über einen Paketdienst bzw. den laboreigenen Kurierdienst nach Absprache mit dem untersuchenden Labor erfolgen.
Der ABAS (Ausschuss für Biologische Arbeitsstoffe) hat das SARS-CoV-2 in einer Stellungnahme vom 13.10.2020 in die Risikogruppe 3 eingestuft und Empfehlungen zum Umgang mit Probenmaterial bei nicht-gezielten Tätigkeiten (Diagnostik) und gezielten Tätigkeiten mit SARS-CoV-2 gegeben.
Nicht gezielte Tätigkeiten können im Rahmen der Labordiagnostik von SARS-CoV-2, ausgehend vom Untersuchungsmaterial (etwa Probenvor- und –aufbereitung sowie die Inaktivierung zur Durchführung molekularbiologischer Techniken (PCR) unter den Bedingungen der Schutzstufe 2 durchgeführt werden. Gezielte Tätigkeiten mit dem SARS-CoV-2 wie z.B. dessen Vermehrung sind nach §5 Biostoffverordnung in Laboratorien der Schutzstufe 3 durchzuführen.
Zur Durchführung von POCT liegt eine Handreichung des ABAS vor.
Für eine labordiagnostische Untersuchung zur Klärung des Verdachts auf eine Infektion mit dem SARS-CoV-2 wurden PCR-Nachweissysteme entwickelt und validiert. Sie gelten als „Goldstandard“ für die Diagnostik. Nähere Angaben sind auch über die Webseite der WHO zu Coronaviren bzw. der Foundation for Innovative New Diagnostics verfügbar. Es steht eine Reihe von kommerziellen Testsystemen mit hoher Spezifität und unterschiedlicher Bearbeitungsdauer zur Verfügung.
Generell wird die Richtigkeit des Ergebnisses von diagnostischen Tests neben der analytischen Qualität des Tests auch von der Qualität der Probe (präanalytische Aspekte) sowie von der Verbreitung einer Erkrankung/ der Infektion beeinflusst (s. Nachweisgrenze des Tests sowie positiven und negativen prädiktiven Wert des Tests bei jeweils gegebener Prävalenz). Je seltener die Erkrankung und je ungezielter getestet wird, umso höher sind die Anforderungen an Sensitivität und Spezifität der zur Anwendung kommenden Tests. Zur jeweils aktuellen Lage wird auf die aktuellen Wochenberichte des RKI hingewiesen.
Bei niedriger Prävalenz und niederschwelliger Testindikation (einschließlich der Testung asymptomatischer Personen) werden an die Spezifität der Teste im Hinblick auf den positiven Vorhersagewert hohe Anforderungen gestellt. Dem tragen z.B. "Dual Target" Tests Rechnung. Unabhängig vom Testdesign sind jedoch grundsätzlich die für einen Test vorliegenden Daten zu den Leistungsparametern entscheidend. Die verwendeten Targets (Zielgene) können sich zwischen verschiedenen Testsystemen sowie innerhalb eines Testsystems (z.B. im Falle von "Dual Target"-Tests) in ihrer analytischen Spezifität und Sensitivität unterscheiden. Insbesondere bei diskrepanten Ergebnissen innerhalb eines Tests bzw. unklaren/unplausiblen Ergebnissen der PCR-Testung (z.B. grenzwertige Ct-Werte, untypischer Kurvenverlauf) muss eine sorgfältige Bewertung und Validierung durch einen in der PCR-Diagnostik erfahrenen und zur Durchführung der Diagnostik ermächtigten Arzt (s. dazu auch die Hinweise im EBM) erfolgen. Ggf. muss zur Klärung eine geeignete laborinterne Überprüfung (z.B. Wiederholung mit einem anderen Testsystem) erfolgen bzw. eine neue Probe angefordert werden. Der Befund soll eine klare Entscheidung auch im Hinblick auf die Meldung ermöglichen.
Ein negatives PCR-Ergebnis schließt die Möglichkeit einer Infektion mit SARS-CoV-2 nicht aus. Falsch-negative Ergebnisse können z.B. aufgrund schlechter Qualität der Probennahme, unsachgemäßem Transport oder ungünstigem Zeitpunkt (bezogen auf den Krankheitsverlauf) der Probenentnahme nicht ausgeschlossen werden (Woloshin et al., 2020). Wenn ein Patient mit begründetem Verdacht auf SARS-CoV-2 -Infektion in der initialen PCR negativ getestet wird, sollte mit dem Labor eine erneute Probenentnahme und -untersuchung abgesprochen werden. Das am besten geeignete Untersuchungsmaterial ist vom Zeitpunkt der Entnahme im Verlauf der Erkrankung abhängig. Bei tiefen Atemwegsinfektionen ist die alleinige Testung von Probenmaterial aus dem Oro- und Nasopharynx zum Ausschluss einer Infektion nicht geeignet, da in dieser Phase der Erkrankung ggf. nur Material aus dem unteren Respirationstrakt oder Stuhl in der PCR positiv sind.
Die Labore sind gehalten, regelmäßig an entsprechenden Ringversuchen teilzunehmen.
(KBV: Nukleinsäurenachweis des Betacoronavirus SARS-CoV-2 mittels RT-PCR; WHO: Laboratory testing for 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) in suspected human cases; Richtlinie der Bundesärztekammer zur Qualitätssicherung laboratoriumsmedizinischer Untersuchungen)
Für die Qualitätssicherung in der molekularen Diagnostik ist es wesentlich, bei allen Tests fortlaufend Qualitätskontrollen wie Positiv- und Negativkontrollen mitzuführen, die es erlauben, anhand der dafür generierten Messwerte die Reproduzierbarkeit der Tests und damit relevante Kenngrößen wie z.B. die Nachweisgrenze und ggf. Abweichungen von der erwarteten Leistungsfähigkeit der Tests zu erkennen. Der aus der real-time PCR bekannte Ct-Wert stellt nur einen semi-quantitativen und von Labor zu Labor nicht unmittelbar vergleichbaren Messwert dar, solange es keinen Bezug auf eine Referenz gibt. Ein exakt quantifizierter Standard kann dazu verwendet werden, die erhaltenen Ct-Werte in eine RNA-Kopienzahl pro Reaktion und ggf. pro Probenvolumen umzurechnen; so lässt sich der Bezug auf publizierte Daten zur Replikationsfähigkeit des in der Probe enthaltenen Virus in geeigneten Zellkulturen erleichtern (s. unten). Für die Nukleinsäure-gestützte Diagnostik stehen international verschiedene Referenzmaterialien, hier insbesondere RNA von SARS-CoV-2, zur Verfügung (die Liste erhebt keinen Anspruch auf Vollständigkeit):
EC JRC Referenzmaterial:
https://crm.jrc.ec.europa.eu/p/q/covid-19/EURM-019-single-stranded-RNA-ssRNA-fragments-of-SARS-CoV-2/EURM-019
NIST Referenzmaterial:
https://www.nist.gov/programs-projects/sars-cov-2-research-grade-test-material
In einer Kooperation zwischen dem Robert Koch-Institut, Abteilung für Infektionskrankheiten und Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene/Hochpathogene Viren, dem Konsiliarlabor für Coronaviren am Institut für Virologie der Charité - Universitätsmedizin Berlin, INSTAND e.V. als Referenzinstitution der Bundesärztekammer für die externe Qualitätssicherung in medizinischen Laboratorien, der ad hoc-Gruppe der Gemeinsamen Diagnostikkommission der Deutschen Vereinigung zur Bekämpfung der Viruskrankheiten (DVV) und der Gesellschaft für Virologie (GfV) bietet INSTAND e.V. für alle deutschen Laboratorien für die Diagnostik zum Virusgenom-Nachweis von SARS-CoV-2 zwei unterschiedlich konzentrierte quantitative Bezugsproben mit den folgenden SARS-CoV-2-RNA-Lasten an (Vierbaum et al., 2022):
Quantitative Bezugsprobe 1 (Ch07469) ca. 10.000.000 Kopien/ml
Quantitative Bezugsprobe 2 (Ch07470) ca. 1.000.000 Kopien/ml.
Das Begleitheft der Bezugsproben liefert wichtige Hinweise zur Testdurchführung und Anwendung sowie Daten zu ihrer Charakterisierung in verschiedenen Laboren.
Mehrere Studien deuten darauf hin, dass eine erfolgreiche Virusanzucht aus Patientenmaterial mit der Höhe der SARS-CoV-2-RNA-Last im Untersuchungsmaterial korreliert (Perera et al., 2020; van Beek et al., 2022; Wolfel et al., 2020), sofern dies nach Symptombeginn entnommen wurde.
Vor diesem Hintergrund kann die Höhe der SARS-CoV-2-RNA-Last im Untersuchungsmaterial in Verbindung mit einer anhaltenden Symptombesserung in folgendem klar definierten Zusammenhang betrachtet werden: bei der Entscheidungsfindung im Rahmen einer Entisolierung von an COVID-19-erkrankten Patienten mit schwerem Verlauf oder von an COVID-19-erkrankten Patienten mit zugrunde liegender Immunsuppression (siehe Empfehlungen der KRINKO). Bei V.a. prolongierte Ausscheidung von vermehrungsfähigem Virus muss eine Einzelfallbeurteilung erfolgen, ggf. mit Hilfe einer Virusanzucht. Es wird angeraten, bei anhaltend hoher Viruslast in Sekreten des Respirationstraktes über 21 Tage hinaus eine Sequenzierung der SARS-CoV-2-positiven Probe anzustreben.
Folgende Limitationen sind hierbei zu beachten:
Man geht im Allgemeinen davon aus, dass in nach Symptombeginn entnommenen Proben mit einer Virus-RNA-Last von 10^6 Kopien/ml die Anzuchtwahrscheinlichkeit klar unter 50% liegt: Wölfel et al. bestimmten anhand der Untersuchungsbefunde von neun leicht bis moderat erkrankten Personen für diesen Schwellenwert eine Anzuchtwahrscheinlichkeit um 10% [95% CI, ca. 0-40%] (Fig. 1 g in (Wolfel et al., 2020)). Van Kampen et al. bestimmten anhand der Befunde von 129 schwer bis kritisch-erkrankten Personen (davon 23 mit infektiösem Virus) für diesen Schwellenwert eine Anzuchtwahrscheinlichkeit unter 5% (van Kampen et al., 2021). Bei dem Schwellenwert von 10^6 Kopien/ml handelt es sich nicht um einen klaren Grenzwert, sondern um einen Orientierungswert, der ein Restrisiko beinhaltet und im Kontext klinischer und zeitlicher Parameter zu betrachten ist.
Sogenannte TMA (Transcription Mediated Amplification)-Assays zum direkten Erregernachweis zeigen gute Übereinstimmung mit der RT-PCR (Pham et al., 2020; Smith et al., 2020; Tremeaux et al., 2020). Unter den genannten Voraussetzungen können die quantitativen Bezugsproben auch in TMA-Assays zur Abschätzung der SARS-CoV-2-RNA-Last eingesetzt werden.
Molekulardiagnostische Tests zum Nachweis von SARS-CoV-2 stehen auch im point-of-care-test- (POCT)-Format zur Verfügung (Collier et al., 2020). Methodisch basieren solche POCTs zum Nukleinsäurenachweis z.B. auf der PCR-, der NEAR- (nicking enzyme amplification reaction) oder der LAMP- (loop-mediated isothermal amplification) Technologie (Krause et al., 2021; James and Alawneh, 2020; Kohmer et al., 2021a). Sensitivität und Spezifität variieren dabei und sind häufig, aber nicht immer mit der laborgestützten PCR-Diagnostik vergleichbar (Harrington et al., 2020; Krause et al., 2021).
Zur Beobachtung und Feindifferenzierung der in Deutschland zirkulierenden SARS-CoV-2-Varianten erfolgt im Rahmen einer Integrierten Molekularen Surveillance eine tiefergehende Analyse anhand geeigneter SARS-CoV-2-positiver Proben (s. unten).
Ziel ist es, insbesondere für neuauftretende Virusvarianten die Änderungen von Erregereigenschaften wie der Übertragbarkeit, Virulenz, Immunevasion, Therapiewirksamkeit und diagnostische Nachweisbarkeit zu erfassen (ECDC, 2021b; Oh et al., 2021; Oh et al., 2022; Subissi et al., 2022; World Health Organization, 2023).
Die Sequenzdaten für die Analyse von Diversität und Evolution der in Deutschland zirkulierenden SARS-CoV-2-Varianten werden aus folgenden Quellen am RKI zusammengeführt:
(i) den am RKI sequenzierten SARS-CoV-2-Proben aus dem Projekt zur integrierten molekularen Surveillance von SARS-CoV-2 (IMSSC2)
(ii) den am RKI sequenzierten SARS-CoV-2-positiven Proben aus der virologischen Surveillance des deutschen Sentinels für Akute Respiratorische Erkrankungen mit Schwerpunkt Influenza.
Um die Datenbasis zur Erkennung neuer SARS-CoV-2-Varianten in Deutschland schnell und umfassend zu erweitern, wird empfohlen, dass alle Labore, die SARS-CoV-2-Sequenzdaten aus ihren Proben erheben, eine Veröffentlichung anstreben. Darüber hinaus können Analysen zu Virusvarianten, deren Genomsequenzen z.B. in GISAID eingestellt sind, auch auf einer Webseite des Scripps Research Institute abgerufen werden (https://outbreak.info/situation-reports#custom-report).
Die aktuelle Verteilung der in der IMSSC2 detektierten SARS-CoV-2 Varianten und Subvarianten ist auf einer eigenen Webseite unter https://public.data.rki.de/t/public/views/IGS_Dashboard/DashboardVOC einsehbar.
Als Variante unter Beobachtung (Variant under Monitoring, VUM) klassifiziert man eine SARS-CoV-2-Variante mit genetischen Veränderungen, die vermutlich die Viruseigenschaften beeinflussen und die erste Anzeichen eines Übertragungsvorteils gegenüber anderen zirkulierenden Varianten aufweist (z.B. Übertragungsvorteil, der weltweit oder nur in einer WHO-Region auftreten kann), für die die Evidenz phänotypischer oder epidemiologischer Auswirkungen jedoch noch unklar ist, so dass eine verstärkte Überwachung und Neubewertung in Erwartung neuer Erkenntnisse erforderlich ist. Eine Variante mit ungewöhnlich hoher Zahl von Mutationen in relevanten antigenen Epitopen für die sich ein Verbreitungsvorteil aufgrund geringer Sequenznachweise nicht abschätzen lässt, kann ebenfalls als VUM bezeichnet werden, sofern es zusätzlich Hinweise auf regionale Verbreitung in ≥ 2 Ländern innerhalb eines Zeitraums von 2-4 Wochen gibt (World Health Organization, 2023).
Als Variante von Interesse (Variant of Interest, VOI) definiert man eine SARS-CoV-2-Variante mit genetischen Veränderungen, die sich vermutlich oder sicher auf die Erregereigenschaften des Virus wie Übertragbarkeit, Virulenz, Immunevasion, Therapiewirksamkeit und diagnostische Nachweisbarkeit auswirken; UND die nachweislich in mehr als einer WHO-Region einen Übertragungsvorteil gegenüber anderen zirkulierenden Varianten mit zunehmender relativer Prävalenz bei steigenden Fallzahlen aufweist, oder andere eindeutige epidemiologische Auswirkungen hat, die auf eine neue Gefahr für die globale öffentliche Gesundheit hindeuten (World Health Organization, 2023).
Eine besorgniserregende Variante (Variant of Concern, VOC) ist eine SARS-CoV-2-Variante, die der Definition einer VOI (siehe oben) entspricht und die sich gemäß Risikobewertung durch die TAG-VE der WHO (Technical Advisory Group on SARS-CoV-2 Virus Evolution; (Subissi et al., 2022)) durch mindestens eines der folgenden assoziierten Kriterien von anderen Varianten unterscheidet (World Health Organization, 2023):
Die WHO hat bislang fünf SARS-CoV-2-Varianten als VOC kategorisiert: B.1.1.7 (Alpha), B.1.351 (Beta), P.1 (Gamma), B.1.617.2 (Delta) und B.1.1.529 (Omikron).
Im November 2021 wurde Omikron (B.1.1.529) zur VOC erklärt (WHO, 2021). Diese Variante zeigt eine hohe Zahl von Aminosäureänderungen, insbesondere im Spike-Protein und weist ausgeprägte immunevasive Eigenschaften auf (Brandal et al., 2021; Eggink et al., 2022; Jansen L, 2021; Pulliam et al., 2022; Schmidt et al., 2021). Die ursprüngliche Omikron-Elternlinie (B.1.1.529) spaltete sich nach ihrem ersten Auftreten in Sublinien auf (z.B. BA.1, BA.2, BA.4/5), aus denen eine Vielzahl von Subsublinien (z.B. BQ.1.1, XBB.1.5) hervorgegangen ist. Die Sublinien von Omikron bilden auch in 2022 und 2023, bis auf wenige Einzelnachweise, die Gesamtheit der aktuell in Deutschland zirkulierenden SARS-CoV-2 Varianten. Eine Übersicht aller bisher definierten SARS-CoV-2-Linien findet sich unter https://cov-lineages.org/lineage_list.html.
Über 99,9% der in die Sequenzdatenbank GISAID eingestellten SARS-CoV-2 Sequenzen gehören mittlerweile zu Viren aus dem Omikron-Komplex (Stand November 2023); aus diesen gehen immer wieder neue Sublinien hervor. Bis März 2023 wurden alle Omikron-Sublinien und -Sub-Sublinien als Teil der Omikron-VOC eingestuft. Dies bedeutete, dass alle Omikron-Sublinien und -Sub-Sublinien praktisch als VOCs betrachtet wurden. Dies schränkte jedoch die Möglichkeit ein, bestimmte Omikron-Sublinien und -Sub-Sublinien in Bezug auf ihr Potenzial, selbst eine VOC/VOI/VUM zu sein, zu unterscheiden. Daher verfügte dieses Klassifizierungssystem nicht über die notwendige Auflösung, um neue, phänotypisch unterschiedliche Sublinien untereinander oder mit den Omikron-Elternlinien (BA.1, BA.2, BA.4/BA.5) zu vergleichen. Um die Entwicklung der SARS-CoV-2-Varianten künftig besser verfolgen zu können, beschloss die WHO am 16.03.2023, die Deklaration von auffälligen Omikron-Unterlinien zur Variant under Monitoring (VUM), Variant of Interest (VOI) oder Variant of Concern (VOC) zu ermöglichen, anstatt sie alle als Teil der übergeordneten Omikron-VOC zusammenzufassen (World Health Organization, 2023). Die ursprüngliche Omikron-Elternlinie (B.1.1.529) wird nun als „ehemals zirkulierende VOC“ klassifiziert, wie auch Alpha, Beta, Gamma und Delta. Der "Neustart" des Benennungssystems ermöglicht es, zukünftige Unterlinien, die noch gefährlicher sein könnten als die aktuell zirkulierenden Viren, angemessen benennen und nachverfolgen zu können.
Die SARS-CoV-2 Alpha (B.1.1.7)-Variante, die initial auch als VOC 202012/01 bzw. 501Y.V.1 bezeichnet wurde und insbesondere in der 3. Welle der Pandemie das Geschehen in Deutschland dominierte, wies gegenüber dem Indexvirus zahlreiche Aminosäureaustausche vor allem im Spike-Protein auf (European Centre for Disease Prevention and Control, 2020b; Rambaut et al., 2020). Sie entwickelte sich in der ersten Jahreshälfte 2021 in vielen Ländern zur vorherrschenden Variante ( https://cov-lineages.org/global_report_B.1.1.7.html ; https://www.rki.de/DE/Content/InfAZ/N/Neuartiges_Coronavirus/DESH/Berichte-VOC-tab.html) (Borges et al., 2021; Statens Serum Institut, 2021). Man geht davon aus, dass die Alpha (B.1.1.7)- Variante eine um rund 50% höhere Transmissibilität (höhere Übertragbarkeit) aufwies (Public Health England, 2020, 2021b; Vöhringer et al., 2021; Volz et al., 2021) als die zuvor vorherrschenden Varianten.
Im Dezember 2020 wurde erstmals vom vermehrten Auftreten einer SARS-CoV-2-Variante berichtet (B.1.351, Beta, 501Y.V.2), die ebenfalls zahlreiche nichtsynonyme Mutationen im S-Protein aufwies. Laborexperimentell zeigte sich eine geringere Sensitivität dieser Variante gegenüber Rekonvaleszenten- bzw. Geimpftenplasma, also Immunevasion(Cele et al., 2021; Wang et al., 2021b; Wibmer et al., 2021). Dazu passend deuteten die Ergebnisse einer klinischen Phase 3 Studie und mehrerer Beobachtungsstudien auf eine verringerte Wirksamkeit bislang entwickelter Impfstoffe gegen diese Variante hin (Abu-Raddad et al., 2021; Kustin et al., 2021; Madhi et al., 2021). Eine gegenüber dem Indexvirus erhöhte Transmissibilität wurde auch für diese VOC diskutiert (Tegally et al., 2021).
Ebenfalls 2020 wurde eine von der Linie B.1.1.28 abstammende SARS-CoV-2-Variante identifiziert, P.1 (Gamma, 501Y.V.3), die in bestimmten Schlüsselpositionen des S-Proteins der beschriebenen Beta (B.1.351)- Variante ähnelte. Auch diese Variante wies in vitro deutliche immunevasive Eigenschaften auf (Garcia-Beltran et al., 2021; Hoffmann et al., 2021; Souza et al., 2021; Wang et al., 2021a). Darüber hinaus diskutierte man erhöhte Transmissibilität, und Virulenz (Faria et al., 2021a; Faria et al., 2021b).
Die Deltavariante (B.1.617.2) wurde im Mai 2021 zur VOC erklärt. Sie wies gegenüber der Alpha (B.1.1.7)- Variante eine noch weiter erhöhte Übertragbarkeit auf (Burki, 2021; Keeling, 2021) und war weniger empfindlich gegenüber der durch Impfstoffe hervorgerufenen humoralen Immunantwort (European Centre for Disease Prevention and Control, 2021b; Mlcochova et al., 2021; Public Health England, 2021c).
Weitere Informationen zu den Varianten von SARS-CoV-2 finden sich im Dokument "Virologische Basisdaten sowie Virusvarianten 2020-2022".
Für die zeitnahe Erkennung bereits definierter, noch nicht allgemein vorherrschender VUMs, VOIs und VOCs können PCR-Assays eingesetzt werden, welche z.B. über Schmelzkurvenanalysen eine Einordnung ermöglichen. PCR-basierte Genotypisierungsassays detektieren ausgewählte Mutationen, deren Auftreten auf das Vorliegen der betreffenden Variante hinweisen. Eine auf deutschen Sequenzdaten basierende Hilfestellung für das Design variantenspezifischer PCRs findet sich unter www.rki.de/covid-19-voc-pcr. Dabei ist zu beachten, dass keine Aussagen über Virusvarianten getroffen werden können, die im Sequenzdatensatz nicht repräsentiert sind. Außerdem sind mit Auslaufen der CorSurV zum Juli 2023 weniger Proben und damit auch Sequenzdaten vorhanden, was sich auch auf die Berechnung der Mutationsfrequenzen für die Hilfestellung auswirkt (siehe www.rki.de/covid-19-voc-pcr für weitere Details). Außerdem ermöglichen die PCR-basierten Genotypisierungsassays zwar eine zeitnahe Einschätzung, sind jedoch kein gleichwertiger Ersatz für eine Sequenzierung, welche die genaueste Methode für die phylogenetische Einordnung und die Erkennung weiterer Mutationen darstellt (Public Health England, 2021a). Darüber hinaus dient die Surveillance zufällig ausgewählter Proben auf Gesamtgenomebene der Erkennung weiterer Veränderungen des Virus in der Population (offener Blick) (European Centre for Disease Prevention and Control, 2021b).
Im Rahmen der Routinediagnostik können auffällige PCR-Ergebnisse unter Umständen auf das Vorliegen einer neuen Variante hinweisen. Dies galt beispielsweise für PCR Systeme, die indirekt die Spike Deletion H69/V70 der britischen VOC 202012/01 (später benannt als Alpha) erfassten (Public Health England, 2020). Ähnlich kann es bei der Diagnostik neuer SARS-CoV-2-Varianten zu PCR-Ausfällen kommen, wenn sie Mutationen aufweisen, die in verminderter Primerbindungseffizienz resultieren. Daher sollte eine routinemäßige Beobachtung der primerbindenden Bereiche erfolgen und Primersequenzen, insbesondere solcher diagnostischer PCRs, die auf Spike-kodierende Sequenzbereiche abzielen, sollten regelmäßig überprüft werden, damit sichergestellt ist, dass diese PCRs zuverlässig alle zirkulierenden SARS-CoV-2-Varianten nachweisen.
Mit Blick auf den Nachweis neuartiger Varianten durch Antigen-Tests (s. unten) ist es wichtig zu wissen, dass die Mehrzahl der kommerziell erhältlichen CE-gekennzeichneten SARS-CoV-2 Antigen-Schnelltests das virale Nucleocapsid (N) Protein nachweist. Das N-Protein wird von Testherstellern überwiegend für den Direktnachweis des Virus genutzt, da es in relativ großer Menge im Viruspartikel vorhanden ist und zudem sehr konserviert ist (also weniger Veränderungen unterliegt).
Grundlegende Informationen zur SARS-CoV-2 Antigentestung stellt das Paul Ehrlich-Institut zur Verfügung. Antigen-(Schnell-)testformate basieren auf dem Nachweis von viralem Protein in respiratorischen Probenmaterialien. Aktuell stehen im Point-of-Care-Format (Schnellteste im engeren Sinne) fluoreszenz- oder chemilumineszenzbasierte Teste, die ein Auswertegerät benötigen, sowie lateral-flow-Teste zur unmittelbaren visuellen Auswertung vor Ort zur Verfügung.
Antigen (AG)-Teste können bei Erfüllung definierter Anforderungen dort eine sinnvolle Ergänzung der (PCR-)Testkapazitäten darstellen, wo in der akuten Phase der Infektion schnell (vor Ort, POCT) eine erste (Vor-)Entscheidung über das mögliche Vorliegen einer übertragungsrelevanten Infektion bei einer Person gefällt werden soll (WHO, 2020a).
Außerdem können sensitive und spezifische Antigentests bei korrekter Anwendung dort einen Beitrag zum Infektionsschutz leisten, wo definierte Gruppen in geschlossenen Räumen regelmäßig zusammenkommen und andere Schutzmaßnahmen (AHA+L) nicht fortlaufend wirksam oder nur teilweise eingesetzt werden können. In diesen Settings kann eine wiederholte (serielle) Testung zur Minderung des Eintrages infektionstüchtiger Viren durch unerkannte Fälle mit relevanter Virusausscheidung beitragen.
Grundsätzlich ist die Sensitivität von Antigentests in der frühen Phase der Infektion (pre-peak der Virusausscheidung) geringer als in der Spätphase (post-peak) (Chu et al., 2022; Deeks et al., 2022; Killingley et al., 2022; Smith et al., 2021). Zudem variieren Sensitivität und Spezifität der Tests je nach Hersteller.
Validierungen diagnostischer Tests zum Nachweis von SARS-CoV-2 fallen unter die Pflicht des Herstellers. Zuständige Bundesbehörden sind das Bundesinstitut für Arzneimittel und das Paul-Ehrlich-Institut.
Voraussetzung für die sachgerechte Anwendung von Antigentests ist die korrekte Lagerung und die Durchführung bei Raumtemperatur (siehe genaue Angabe des Temperaturbereichs entsprechend Herstellerangaben in der Packungsbeilage). Die analytische Sensitivität von Antigentesten liegt aufgrund des Testprinzips unterhalb der analytischen Sensitivität der PCR, die als Referenzmethode gilt. Für die Aussage, wie sensitiv ein Antigentest virale Proteine nachweist (LOD), sind weitere Aussagen zur nachgewiesenen Proteinkonzentration (pg/µl) oder zu infektiösen Partikeln (Tissue Culture Infection Dose 50, TCID50; Plaque Forming Units, PFU) anzustreben. Die Klinische Validierung („Evaluierung“) muss gemäß WHO Instructions and requirements for Emergency Use Listing (EUL) submission eine Reihe von Anforderungen erfüllen.
Unabhängige Validierungen der Leistungsparameter von Antigentesten erfolgen an mehreren Zentren, deren Ergebnisse auch öffentlich zugänglich sind (siehe z.B. Foundation for Innovative Diagnostics [FINDDx]). Entsprechende Daten wurden veröffentlicht (Albert et al., 2020; Berger et al., 2021; Cerutti et al., 2020; Corman et al., 2021; Diao et al., 2020; Dinnes et al., 2020; Dinnes et al., 2021; Kruger et al., 2021; Mak et al., 2020; Nagura-Ikeda et al., 2020; Puyskens et al., 2021; Scheiblauer et al., 2021). Sie deuten darauf hin, dass zwischen den verschiedenen kommerziell erhältlichen Tests erhebliche Leistungsunterschiede bestehen, was die Wichtigkeit einer herstellerunabhängigen Validierung unterstreicht (Kruger et al., 2021). Zwar geht man davon aus, dass sich die Spitzenwerte der Viruslast nicht wesentlich zwischen asymptomatisch und symptomatisch Infizierten unterscheiden (Kissler et al., 2021a; Ra et al.; Wu et al.; Zuin et al.), dennoch ist für Personen ohne Symptome eine geringere Sensitivität von Antigentests beschrieben als für symptomatische Patienten (Bender et al., 2021; Cerutti et al., 2020; Schuit et al., 2021). Dies wird zumeist dadurch erklärt, dass die Wahrscheinlichkeit eines positiven Ergebnisses bei einer Probenentnahme um den Zeitpunkt des Viruslast-Peaks in der symptomatischen Phase höher ist. Die Aussagekraft eines negativen Befundes bei symptomfreien Personen ist daher limitiert und insbesondere in Risikosettings (z.B. bei der Aufnahme von Patienten in ein Krankenhaus) sollte die Referenzmethode (PCR) zum Einsatz kommen (WHO, 2020a).
Die Verwendung von Speichel als alternatives Probenmaterial für Antigen- Schnelltests im Lateral Flow Format wird durch die verfügbare Evidenz nicht unterstützt (Brummer et al., 2021; ECDC, 2021a; Schuit et al.; Seifried et al., 2021b).
Angaben zu den Leistungsparametern der verschiedenen Teste müssen die Hersteller der Tests im Rahmen des für die CE-Kennzeichnung erforderlichen Zertifizierungsverfahrens machen. Unabhängige Überprüfungen (s. BfArM und PEI) dieser Parameter sowie die Beobachtung der Leistungsparameter bei der praktischen Anwendung sind anzustreben.
Das Paul Ehrlich-Institut äußert sich auf seinen Internetseiten zur Qualität von Antigentests.
Expertinnen und Experten des Paul-Ehrlich-Instituts haben im Verbund mit Forschenden anderer Institutionen insgesamt 122 COVID-19-Antigen-Schnelltests auf Sensitivität und damit auf ihre Fähigkeit untersucht, das SARS-CoV-2-Virus nachzuweisen. Das Ergebnis: Die Qualität der Tests war sehr unterschiedlich. 96 Antigen-Schnelltests erfüllten die geforderten Kriterien, teilweise mit sehr guten Ergebnissen, 26 Tests boten nicht die geforderte Sensitivität. Über die Ergebnisse berichtet die Zeitschrift Eurosurveillance (Puyskens et al., 2021; Scheiblauer et al., 2021). Die Ergebnisse weiterer unabhängiger Validierungen finden sich z.B. unter Foundation for Innovative Diagnostics (FINDDx). Unter https://health.ec.europa.eu/publications/eu-common-list-covid-19-antigen-tests_en finden sich ebenfalls Informationen zur Validierung von Antigentests. Eine systematische Übersichtsarbeit beschreibt herstellerunabhängige Studien zur Performance verschiedener Antigentests (Brummer et al., 2021).
Auch zur Bewertung der Testergebnisse müssen die Hersteller Angaben machen. Die Grenzen des Verfahrens müssen bei der Auswahl der Teste und bei der Bewertung der Testergebnisse berücksichtigt werden.
Grundsätzlich werden an einen AG-POCT (Schnelltest) folgende praktische Anforderungen gestellt: schnelle, leicht verständliche und unkomplizierte Testdurchführung am Ort der Probennahme, Zuverlässigkeit der Testergebnisse, Voraussetzungen zur Einhaltung der Biosicherheit bei der Durchführung, eine ausreichende Stabilität in verschiedenen Umgebungen (z.B. Temperatur) sowie definierte Anforderungen an die Sachkunde der Anwender (Dinnes et al., 2020; Dinnes et al., 2021).
Bei der Testdurchführung sind die Gebrauchsinformationen des Herstellers unbedingt zu beachten. So spielt etwa auch die Temperatur, bei der der Test gelagert und durchgeführt wird, eine tragende Rolle für das korrekte Ergebnis. Lagerung und Durchführung müssen bei Raumtemperatur erfolgen, wobei die genauen Temperaturbereiche in den Herstellerangaben in der Packungsbeilage vorgegeben sind.
Sensitivität und Spezifität von Antigentesten müssen die geplanten Einsatzgebiete berücksichtigen. Generelle Empfehlungen und Hilfestellungen zur Identifizierung eines geeigneten Testes finden sich in aktuellen Dokumenten der WHO (WHO, 2020a, d) und des ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control, 2020). Hier wird der Einsatz von Antigentesten in Situationen, in denen keine PCR-Testung zur Verfügung steht bzw. ein schnelles Ergebnis für das weitere Patientenmanagement benötigt wird, in den Vordergrund gestellt. In den WHO-Dokumenten werden eine akzeptable Sensitivität von ≥80% und eine akzeptable Spezifität von ≥97% erwähnt, sowie als wünschenswert eine Sensitivität von ≥90% und eine Spezifität von ≥99% angegeben (bezogen auf eine validierte PCR; s. auch unten „Nachweisgrenzen“).
Für bestimmte Antigentests kann z.B. die Besiedlung mit Staphylococcus aureus zu falsch-positiven Ergebnissen führen, da es zu Wechselwirkungen zwischen dem bakteriellen Protein A und den Detektions-Antikörpern des Schnelltest kommen kann (Hoehl et al., 2021). In solchen Fällen entscheidet der nachfolgende PCR-Test über den Befund. Falls eine serielle Beprobung vorgesehen ist, müsste für den Betroffenen ggf. ein anderer Schnelltest verwendet werden.
Um den sicheren Nachweis einer übertragungsrelevanten Infektion zu gewährleisten, sollte sich die Nachweisgrenze der Antigenteste an den verfügbaren Daten zur Anzüchtbarkeit von SARS-CoV-2 aus respiratorischen Materialien orientieren (siehe z.B. die Ausführungen zum Schwellenwert der Virus-RNA-Last und zum „Zusammenhang von Viruslast und Kontagiosität"). In Studien zur Korrelation zwischen Antigentest-Nachweisgrenzen und dem Vorhandensein infektiöser Viruspartikel zeigten sich Sensitivitätswerte zwischen 43% und 71% für den Nachweis infektiöser Viren durch Antigen-Schnelltests im LFT-Format (Bae et al., 2022; Toptan et al., 2021). Neben dem Testfabrikat wird die Testsensitivität wesentlich vom Beprobungszeitpunkt mitbestimmt: In der frühen Infektionsphase, insbesondere vor Symptombeginn, sind Antigentests nur eingeschränkt sensitiv für infektiöse Viruspartikel (Chu et al., 2022), während die Sensitivität in der späteren Infektionsphase deutlich zunimmt (Deeks et al., 2022; Killingley et al., 2022; Smith et al., 2021). Für die Detektion einer akuten SARS-CoV-2-Infektion in symptomatischen Personen formulierte die WHO für Antigenteste eine Mindest-Nachweisgrenze äquivalent zu 10^6 (akzeptabel) oder besser 10^4 (wünschenswert) Genomkopien/ml (WHO, 2020d). Generell zu beachten sind die erheblichen Leistungsunterschiede der unterschiedlichen kommerziell erhältlichen Tests (Brummer et al., 2021; Corman et al., 2021; Dinnes et al., 2021; Kruger et al., 2021).
Antigen-Schnelltests beruhen auf dem Nachweis viraler Proteine. Hierbei zielt die überwiegende Mehrzahl der Tests auf das hochkonservierte N-Protein ab, es sind jedoch auch Tests mit S-Protein-Nachweis verfügbar. Seit dem Beginn der breiten Verwendung von Antigen-Schnelltests Anfang 2021 sind verschiedene Virusvarianten von besonderer Bedeutung aufgetreten, die in unterschiedlichem Maße Veränderungen im S-Protein aber auch im N-Protein aufweisen. Die Testhersteller sind angehalten, ihre Tests einer Prüfung auf Eignung zum Nachweis neuer Virusvarianten zu unterziehen.
Die Varianten des Omikronkomplexes weisen eine hohe Anzahl von Aminosäureaustauschen im S-Protein auf. Auch im N-Protein zeigen sich Polymorphismen (z.B. BA.1: vier Positionen), so dass eine Beeinträchtigung der Antigentest-Sensitivität denkbar sein könnte. Studien zur Sensitivität von Antigentests für Omikron zeigten unterschiedliche Ergebnisse: Während einige Arbeiten eine tendenziell geringere Sensitivität relativ zu Prä-Omikron Varianten hinwiesen (Osterman et al., 2022; Wagenhäuser et al., 2023), zeigte sich in Untersuchungen anhand von Virusisolaten (Bekliz et al., 2022; RIVM, 2021; Statens Serum Institut, 2022) oder klinischem Probenmaterial (de Michelena et al., 2022; Goodall et al., 2022; Landaverde et al., 2022; Schrom et al., 2022) kein substantieller Sensitivitätsunterschied. Generell sind diese Tests auch für den Nachweis von Omikron geeignet.
Mehrere Autoren beschreiben, dass sich die klinische Sensitivität der Testung erhöhen lässt, wenn sowohl der Rachen als auch die Nase beprobt werden, entweder unter Verwendung desselben Tupfers (Goodall et al., 2022) oder zwei verschiedener Tupfer (Schrom et al., 2022). Weiterführende Hinweise sind auf den Internetseiten des Paul-Ehrlich-Institutes zusammengestellt.
Ausführungen zum Einsatz von "Antigentests als ergänzendes Instrument in der Pandemiebekämpfung" finden sich im Epidemiologischen Bulletin 17/2021 (Seifried et al., 2021c).
Anmerkungen zum Thema „Antigentests zur Eigenanwendung (Selbsttests)“ finden sich im Epidemiologischen Bulletin 8/2021 (Seifried et al., 2021a).
Ein positives Antigentest-Ergebnis löst den Verdacht auf eine übertragungsrelevante SARS-CoV-2-Infektion aus und bedarf zur Vermeidung falsch-positiver Befunde einer Nachtestung mittels PCR. In Anbetracht der potenziell erheblichen Konsequenzen inkorrekter Ergebnisse bestehen nicht nur an die Sensitivität von Antigentesten hohe Anforderungen, sondern auch an die Spezifität.
Ein negatives Ergebnis im Antigentest ist als Momentaufnahme zu betrachten und schließt eine Infektion nicht aus, insbesondere in der frühen (präsymptomatischen) Phase (Bender et al., 2021; Drain, 2022; Jüni et al., 2022). Dies ist bei der Definition von Einsatzgebieten und bei der Interpretation negativer Ergebnisse zu berücksichtigen. Insbesondere in Situationen, bei denen ein falsch-negatives Ergebnis gravierende Konsequenzen nach sich ziehen könnte (z.B. Eintrag einer nicht erkannten Infektion in ein Krankenhaus oder Altenpflegeheim; Kohortierungsentscheidungen in Ausbruchsgeschehen) ist dem z.B. durch Verwendung von PCR-Tests (NAT) oder durch engmaschig wiederholte Nachtestungen (sequenzielle Testung) Rechnung zu tragen. Dies ist insbesondere im Rahmen eines Testkonzeptes mit regelmäßigem Einsatz eines entsprechenden Testes von Bedeutung. Insbesondere im klinisch-diagnostischen Kontext sollen primär PCR-Tests zum Einsatz kommen. Negative Antigentest-Ergebnisse sollen bei fortbestehendem Verdacht auf eine SARS-CoV-2 Infektion durch eine PCR-Testung verifiziert werden.
Aspekte des Zusammenhangs von Vortestwahrscheinlichkeit und Aussage von Antigentests werden in einer interaktiven Anwendung verdeutlicht.
Bestimmte Methoden, welche eine Nukleinsäureamplifikation mit Techniken der molekularen Sequenzierung kombinieren, ermöglichen die simultane Testung mehrerer hundert Proben und bieten so den Vorteil einer erheblichen Kapazitätssteigerung. Im Vergleich zu herkömmlichen Einzel-PCR-Testungen besteht hier i.A. eine etwas geringere Sensitivität sowie eine ggf. etwas längere Zeit bis zum Vorliegen des Ergebnisses (turn-around Zeit). Beispielhaft sind im Folgenden drei dieser Methoden aufgeführt.
Bei der LAMP-Seq werden mittels RT-LAMP (reverse transcription loop-mediated isothermal amplification) virale Genabschnitte amplifiziert und in einem Hochdurchsatzsequenzierungsschritt mittels Next Generation Sequencing analysiert. Die eindeutige Kennzeichnung der bis zu 100.000 Proben (Personenbezug) erfolgt über einen molekularen Barcode; eine vorausgehende Extraktion der RNA entfällt. Die Diagnose und die Identifizierung der einzelnen Probe erfolgt über die Sequenzierung, so dass für ein individuelles Ergebnis keine Retestung erforderlich ist. In der Etablierungsstudie zeigte dieses Verfahren eine Sensitivität von 100% relativ zur RT-qPCR für Proben mit einem Ct-Wert <33 bei einer Spezifität von 99,7%. Das Limit of Detection mit 95% Konfidenz lag bei 18 Molekülen/Assay (entspricht 2,2 Molekülen/µl) (Ludwig et al., 2021).
LamPore, ein kommerziell erhältliches Diagnostik-System, beruht auf einer LAMP (loop-mediated isothermal amplification) unter Verwendung extrahierter RNA. Auch hier werden die Proben mit molekularen Barcodes versehen, gepoolt und sequenziert. Die Sensitivität wird vom Hersteller mit 99,1% und die Spezifität mit 99,6%, bei einer Reproduzierbarkeit von 96,8% angegeben. Im Vergleich zur RT-qPCR waren 100% der Proben mit einem Ct unter 34,9 ebenfalls mit LamPore als positiv detektierbar. Das Limit of Detection lag bei 10 Molekülen für aufgereinigte RNA entsprechend 2 Molekülen/µl des Ausgangsmaterials (Peto et al., 2021). Das englische Department of Health & Social Care (UK) ermittelte für die technische Performance eine Sensitivität von 99,57% und eine Spezifität von 99,40%. Für den Test mit extrahierter RNA aus Speichel wurde eine Sensitivität von 98,94% und eine Spezifität von 99,39% festgestellt (UK Department of Health and Social Care, 2021).
SARSeq (Saliva analysis by RNA sequencing) basiert auf einer RT-PCR, die anhand unterschiedlicher Ausgangsmaterialien einschließlich nativer Patientenproben (z.B. Nasenabstriche, Speichel- oder Gurgeltests) erfolgen kann. Auch hier werden die Proben während der Amplifikation mit einem molekularen Barcode versehen und anschließend gepoolt sequenziert. Für Proben mit einem Ct-Wert <36 geht man von hoher klinisch-diagnostischer Sensitivität aus (Yelagandula et al., 2021).
Antikörpernachweise eignen sich zur Untersuchung infektionsepidemiologischer Fragestellungen. Mögliche Einsatzgebiete sind hierbei sero-epidemiologische Studien zur Erhebung der insgesamt stattgehabten Infektionen in einer Population oder Angebotsuntersuchungen im Rahmen der betriebsärztlichen Überwachung, z.B. von Pflegepersonal in Kliniken. Zum Nachweis einer vorangegangenen SARS-CoV-2 Infektion mittels Antikörpernachweis stehen verschiedene Test-Formate (In vitro-Neutralisationstest, ELISA, CLIA) mit unterschiedlichen Virusantigenen (rekombinante S- bzw. N-Proteine) zur Verfügung, mit denen IgM-, IgA-, IgG- oder Gesamtantikörper nachgewiesen werden können. Bei der Mehrzahl der Patienten findet eine Serokonversion in der 2. Woche nach Symptombeginn statt (Sun et al., 2020; Wolfel et al., 2020; Zhao et al., 2020). Aufgrund niedriger Serokonversionsraten in der frühen Phase (Woche 1 bis 2 nach Symptombeginn) der Infektion (Long et al., 2020; Zhao et al., 2020) werden sie für die Akutdiagnostik nicht empfohlen.
Die Interpretation serologischer Testergebnisse muss unter Berücksichtigung der Vortestwahrscheinlichkeit, der jeweiligen epidemiologischen Situation sowie unter Kenntnis der Spezifitäts-/Sensitivitätsdaten des verwendeten Testsystems erfolgen. Zwischen unterschiedlichen serologischen Assays bestehen zum Teil erhebliche Unterschiede (Muecksch et al., 2021) und man geht davon aus, dass nicht alle kommerziell erhältlichen Testsysteme sowohl hohe Sensitivität als auch hohe Spezifität aufweisen (Kruttgen et al., 2021). Nach derzeitigem Kenntnisstand lässt ein serologischer Nachweis SARS-CoV-2-spezifischer Antikörper keine eindeutige Aussage zur Infektiosität oder zum Immunstatus zu. Der Nachweis von SARS-CoV-2-spezifischen Antikörpern weist auf eine früher durchgemachte oder noch bestehende SARS-CoV-2-Infektion bzw. Immunisierung (hier: anti-S-Antikörper) hin. Er schließt die Infektiosität eines Patienten nicht aus und erlaubt keine Rückschlüsse hinsichtlich des Infektionszeitpunktes. Ob und in welchem Ausmaß ein positiver Antikörpertest mit einem immunologischen Schutz vor transmissionsrelevanter SARS-CoV-2 Infektion, bzw. vor leichter oder schwerer COVID-19 Erkrankung einhergeht, ist nicht etabliert. Der Befund einer Serokonversion (IgG bzw. Gesamt-AK) kann einen positiven PCR-Test aus Abstrichmaterial bestätigen.
Neutralisierende Antikörper tragen zu protektiver Immunität bei (Cao et al., 2020; Chi et al., 2020; Ju et al., 2020; Khoury et al., 2021; Kreer et al., 2020; McMahan et al., 2021; Robbiani et al., 2020). Das bloße Vorhandensein von neutralisierenden Antikörpern im Serum schließt jedoch weder die Suszeptibilität für Infektion mit SARS-CoV-2 noch die Fähigkeit zur Transmission von SARS-CoV-2 aus: Menschen mit positivem Antikörperstatus können (i) sich mit SARS-CoV-2 infizieren, (ii) SARS-CoV-2 auf andere Menschen übertragen und (iii) an COVID-19 erkranken (Dhar et al., 2021; Letizia et al., 2020; Shinde et al., 2021).
Es gibt Hinweise, dass auf Populationsebene eine Korrelation zwischen der Neutralisierungsaktivität im Plasma und dem Schutz vor symptomatischer Infektion besteht. Neutralisierende Antikörper könnten daher zukünftig eine Rolle als correlate of protection in der Impfstoffentwicklung spielen (Feng et al., 2021; Gilbert et al., 2021; Khoury et al., 2021). Protektive Titer, also neutralisierende Antikörpertiter, die mit immunologischem Schutz assoziiert sind, konnten bislang nicht etabliert werden: Es gibt keine Antikörper-Grenzwerte, die einen Schutz vor Infektion bzw. vor leichter / schwerer Erkrankung so zuverlässig definieren, dass sie für den individualmedizinischen Bereich geeignet sind (Bergwerk et al., 2021). Die Etablierung derartiger Grenzwerte wird durch mehrere Faktoren kompliziert: (1) Die Titer neutralisierender Antikörper sinken im zeitlichen Verlauf nach Infektion bzw. Impfung ab; hierbei variiert die Kinetik des Abfalls von Person zu Person (Cohen et al., 2021; Israel et al., 2021; Khoury et al., 2021; Maeda et al., 2021). (2) Die Neutralisierungsaktivität gegen verschiedene Varianten unterscheidet sich z.T. erheblich (Liu et al., 2021; Mlcochova et al., 2021; Planas et al., 2021; Wahl et al.; Wang et al., 2021a; Wang et al., 2021b). Selbst die Normierung auf den WHO-Standard (Kristiansen et al., 2021) kann möglicherweise nicht vollständig für die Inter-Assay-Variabilität von pseudovirus-basierten Neutralisierungsassays kompensieren. Darüber hinaus ist (3) anzunehmen, dass derartige Grenzwerte auch in Abhängigkeit von der Infektionsdosis bei Exposition variieren; demgemäß würde die Exposition gegenüber hohen Viruslasten höhere protektive Titer erfordern als die Exposition gegenüber niedrigen Viruslasten (z.B. wenn Masken getragen werden).
Werden bindende Antikörper gegen SARS-CoV-2 gemessen (beispielsweise unter Verwendung von ELISAs), so könnten die Serumspiegel von Antikörpern, die die Rezeptorbindedomäne oder Spike-Trimer erkennen, ein Proxy für Neutralisierungsaktivität darstellen, das jedoch nicht zwingend mit dieser korreliert (Hofmann et al., 2021). Neben dem Nachweis hoher Spezifität ist es in diesem Zusammenhang entscheidend, dass die Korrelation mit Neutralisierungsaktivität in geeigneten Studien quantifiziert worden ist. Zwischen den unterschiedlichen ELISAs ist jedoch eine erhebliche Varianz beschrieben (Muecksch et al., 2021); auch wenn auf den WHO-etablierten Standard (Kristiansen et al., 2021) normiert wird, können sich bei Verwendung verschiedener Assaysysteme unterschiedliche numerische Werte für ein und dieselbe Probe zeigen (Kim et al., 2021; Perkmann et al., 2021). Serumspiegel bindender Antikörper, die zuverlässig mit Schutz vor Infektion bzw. Erkrankung einhergehen, sind nicht definiert. Falls sich derartige Grenzwerte etablieren ließen, so würden sie nicht nur vom Zeitpunkt der Probenentnahme, dem verwendeten Assay, der infizierenden Virusvariante sowie der Infektionsdosis abhängen; sie würden außerdem auch variieren, je nachdem welcher Impfstoff und welches Impfschema verwendet wurden (Feng et al., 2021; Gilbert et al., 2021).
Ein hoher Antikörpertiter spricht nicht gegen die Durchführung einer Impfung.
Grundsätzlich weist die durch natürliche Infektion hervorgerufene Immunantwort bzw. die darauf basierende Immunität eine erhebliche interindividuelle Schwankungsbreite auf. Diese kann beispielsweise durch Unterschiede in der Infektionsdosis, aber auch der Dauer und der Schwere des Krankheitsverlaufes bedingt sein (Dan et al., 2021; European Centre for Disease Prevention and Control, 2021a; Piccoli et al., 2020; Wang et al., 2020a).
Bei Verdacht auf eine Reinfektion (z.B. anamnestisch oder serologisch) sollte eine molekulare (PCR) Untersuchung erfolgen (siehe Abschnitt „Testung bei genesenen Personen“).
Bei der Bestimmung spezifischer Antikörper sollten bevorzugt quantitative Tests mit hoher Spezifität für SARS-CoV-2 zur Anwendung kommen. IgG-Antikörper sind hinsichtlich ihrer Spezifität und Aussagekraft dem Nachweis von Gesamt-AK (IgA, IgG und IgM) eindeutig überlegen. Schnellteste zum Nachweis von AK stellen aufgrund von zum Teil geringer Sensitivität, Spezifität und des qualitativen Formats kein geeignetes Mittel dar. Eine qualitätsgesicherte Diagnostik unter Berücksichtigung der RiLiBÄK schließt die Teilnahme an Ringversuchen ein. Als Referenzmaterialien für eine Qualitätskontrolle serologischer Untersuchungsmethoden stehen humane Seren zur Verfügung:
WHO/BS/2022.2427:
https://www.who.int/publications/m/item/who-bs-2022.2427
NIBSC Referenzmaterial:
https://www.nibsc.org/science_and_research/idd/cfar/covid-19_reagents.aspx
Zahlreiche asymptomatisch infizierte Personen oder solche mit mildem COVID-19-Verlauf entwickelten eine T-Zell-Antwort (Braun et al., 2020; Grifoni et al., 2020; Le Bert et al., 2020; Weiskopf et al., 2020). Dies war auch der Fall, wenn bei diesen Personen keine Antikörper nachweisbar waren (Sekine et al., 2020); auch gibt es Fallberichte über Personen, die trotz schwerer B-Zell-Defekte von COVID-19 genesen sind (Soresina et al., 2020; Wurm et al., 2020). Dies lässt vermuten, dass die T-Zell-Antwort zum Schutz vor einer rekurrenten, schweren COVID-19-Episode beitragen könnte. Assays zur Messung der SARS-CoV-2 spezifischen T-Zell-Antwort sind für den Einsatz in der Routinediagnostik nicht praktikabel; ihre Aussagekraft ist eingeschränkt aufgrund der noch limitierten Datenlage sowie aufgrund von Interferenzen mit der durch saisonale Coronaviren induzierten T-Zellreaktivität.
Die Bewertung der Ergebnisse von In vitro-Diagnostika erfordert grundsätzlich Sachkunde und die Einbeziehung von Kenntnissen über die Testindikation, die Qualität der Probennahme und die Konsequenzen eines positiven oder negativen Ergebnisses.
Studien zeigen, dass Probenmaterialien aus dem oberen Respirationstrakt von SARS-CoV-2-infizierten Individuen bei Symptombeginn hohe Viruskonzentrationen beinhalten können, die durch RT-PCR zuverlässig nachweisbar sind. Ein Virusgenomnachweis durch RT-PCR gelingt in diversen Patientenmaterialien bereits mehrere Tage vor (Arons et al., 2020; Hurst et al., 2020; Kimball et al., 2020; Singanayagam et al., 2020) und Wochen nach (Xiao et al., 2020; Zhou et al., 2020) Symptombeginn. In Einzelfällen ist ein Virusgenomnachweis in Proben aus dem Respirationstrakt bis 60 Tage nach Symptombeginn möglich (Zheng et al., 2020). Allerdings kann auch bei wiederholt negativen RT-PCR-Nachweisen aus Naso- bzw. Oropharyngealabstrichen eine Infektion nicht vollends ausgeschlossen werden.
Das Vorhandensein infektiöser Viruspartikel im Probenmaterial kann mittels Virusanzucht in geeigneten Zellkultursystemen bewertet werden. Der Anzuchterfolg variiert dabei in Abhängigkeit von der Viruslast, dem Abnahmesystem und der Transportzeit des Probenmaterials sowie von dem verwendeten Zellkultursystem und ggf. von der Anwesenheit von Antikörpern im Abstrichmaterial. Replikationsfähiges Virus kann schon bei präsymptomatischen Patienten nachgewiesen werden (Arons et al., 2020; Singanayagam et al., 2020), passend zu der Tatsache, dass ein erheblicher Anteil von SARS-CoV-2 Übertragungen von prä- aber auch asymptomatischen Personen ausgeht, die sich nicht krank fühlen (He et al., 2020a, b; Kasper et al., 2020; Letizia et al., 2020; Moghadas et al., 2020; Wei et al., 2020).
Arons et al. berichten über erfolgreiche Virusanzucht bis zu 6 Tage vor Symptombeginn. Einschränkend ist hier hinzuzufügen, dass eine klare zeitliche Eingrenzung des Symptombeginns nicht immer möglich ist, insbesondere wenn atypische oder paucisymptomatische Verläufe vorliegen (Arons et al., 2020; Graham et al., 2020; McMichael et al., 2020). Nach dem Auftreten erster Symptome sinkt die Anzuchtwahrscheinlichkeit kontinuierlich ab.
Aus Untersuchungen, die nach Beginn der Pandemie vorgenommen wurden, ist bekannt, dass bei mild-moderater Erkrankung und normalem Immunstatus die Anzuchtwahrscheinlichkeit innerhalb von 10 Tagen nach Symptombeginn deutlich abnimmt; zu späteren Zeitpunkten ist die Virusanzucht eher selten erfolgreich (Arons et al., 2020; Bullard et al., 2020; Covid-Investigation Team, 2020; Liu et al., 2020; National Centre for Infectious Diseases and Chapter of Infectious Disease Physicians / Academy of Medicine in Singapore, 2020; Perera et al., 2020; Singanayagam et al., 2020; Wolfel et al., 2020). Unveröffentlichte Daten aus dem RKI zeigen ebenfalls, dass bei vorwiegend ambulanten Patienten die Virusanzucht 10 Tage nach Symptombeginn nur selten gelang (> 230 untersuchte Proben).
Anders verhält es sich bei schwer erkrankten Patienten und immundefizienten Personen: hier kann replikationsfähiges Virus über längere Zeiträume ausgeschieden werden. Für hospitalisierte Patienten mit schweren klinischen Verläufen stellte man in Querschnittstudien eine Ausscheidungsdauer von bis zu 20 Tagen fest (Jeong et al., 2020; van Kampen et al., 2021). Für immundefiziente Patienten wird ebenfalls über protrahierte Ausscheidung infektiöser Viren berichtet, z.B. über mindestens 20 Tage (Koff et al., 2020), bzw. über Wochen oder gar Monate bei schwerer Immunsuppression (Avanzato et al., 2020; Aydillo et al., 2020; Choi et al., 2020). Hohes Alter stellt einen unabhängigen Risikofaktor für höhere Viruslasten und längere Ausscheidung von SARS-CoV-2-RNA dar (Jones et al., 2021; Singanayagam et al., 2021; Xu et al., 2020; Zheng et al., 2020).
Im Unterschied zu replikationsfähigem Virus ist SARS-CoV-2 virale RNA bei vielen konvaleszenten Patienten noch Wochen nach Symptombeginn in der RT-PCR nachweisbar (Xiao et al., 2020; Zheng et al., 2020; Zhou et al., 2020). Dass diese positiven RT-PCR-Ergebnisse bei konvaleszenten Patienten nicht zwingend mit Kontagiosität gleichzusetzen sind, wurde bereits zu Beginn der Pandemie demonstriert, zum einen durch die parallele Durchführung von PCR und Virusanzucht (Bullard et al., 2020; Covid-Investigation Team, 2020; Singanayagam et al., 2020; Wolfel et al., 2020) und zum anderen durch eine großangelegte Studie des koreanischen CDC, die unter anderem Kontaktpersonen von genesenen Patienten mit erneut positiver PCR untersuchte (Korea Centers for Disease Control, 2020).
Mehrere Arbeiten legen einen Zusammenhang zwischen Viruslast und Anzüchtbarkeit der Viren in Zellkultur nahe, der z.B. bei der Bewertung von anhaltend positiven PCR-Ergebnissen hilfreich sein kann (Arons et al., 2020; Perera et al., 2020; Singanayagam et al., 2020; van Kampen et al., 2021; von Kleist et al., 2020; Wolfel et al., 2020). Einschränkend muss hierbei jedoch das Vorhandensein von subgenomischer RNA sowie nicht-infektiösen Viruspartikeln bedacht werden, was zu einer Überschätzung der tatsächlichen Anzahl an Virusgenomen führen kann (Gallichotte et al., 2021; Larremore et al., 2020).
Die Viruslast ist allein allerdings nicht ausreichend, die Kontagiosität eines Patienten zu beurteilen. Diese wird durch weitere Faktoren beeinflusst, wie beispielsweise die Zeit seit Symptombeginn, den klinischen Verlauf (Besserung der Symptomatik) und Verhaltensweisen der betroffenen Person (z.B. Singen). In welchem Maße ein SARS-CoV-2-infizierter Mensch das Virus an andere weitergibt, hängt nicht nur von der individuellen und aktuellen Kontagiosität des Betroffenen ab, sondern auch von der Dauer und Art des Kontakts sowie von Außenumständen wie z.B. der Raumbelüftung, der Luftfeuchtigkeit und der Lufttemperatur und der Disposition (Empfänglichkeit) der Kontaktpersonen.
Als proxy für einen Schwellenwert der Virus-RNA-Last haben mehrere Arbeitsgruppen auch Ct-“cut-off” Werte im jeweils verwendeten Testsystem abgeleitet, die meist zwischen 31 und 34 liegen (Arons et al., 2020; La Scola et al., 2020; National Centre for Infectious Diseases and Chapter of Infectious Disease Physicians / Academy of Medicine in Singapore, 2020). Allerdings konnten Singanayagam et al. auch noch in 8% der Proben mit einem Ct-Wert >35 replikationsfähiges Virus nachweisen (Singanayagam et al., 2020). Dies verdeutlicht, welch große Varianz sich bei Verwendung des Ct-Wertes aus den verschiedenen Testsystemen ergibt. Nach (Rhoads et al., 2020) zeigen zum Beispiel Auswertungen aus Ringversuchen (QCMD), dass der Ct-Wert bei gleicher Viruslast von Labor zu Labor unterschiedlich ausfallen kann (Matheeussen et al., 2020). Besser ist daher die Umrechnung von Ct-/Cq-Werten in Virus-RNA-Lasten (RNA-Kopien pro Probenvolumen) durch Kalibration mit Hilfe einer standardisierten Virus-RNA-Präparation. Daher sind mittlerweile quantitative Referenzproben verfügbar, welche die Vergleichbarkeit der verschiedenen RT-PCR-Testsysteme ermöglichen (s. Abschnitt „Qualitätssicherung in der PCR-Diagnostik“ weiter oben). Informationen zur Testdurchführung und Anwendung der quantitativen Referenzproben einschließlich Daten zu ihrer Charakterisierung in verschiedenen Laboren sind im von INSTAND herausgegebenen Begleitheft verfügbar und in einer wissenschaftlichen Publikation zusammengefasst (Vierbaum et al., 2022).
Bei der Frage der Übertragbarkeit der o. g. Ergebnisse auf die eigenen Befunde sind stets der Zeitpunkt der Probennahme in Bezug auf den Krankheitsverlauf, die Qualität sowie die Art des Materials bzw. der Abstrichort, die Aufarbeitung und das verwendete Testsystem bei der Beurteilung zu berücksichtigen.
Weitere Hinweise zur Bedeutung quantitativer Untersuchungsergebnisse finden sich in den obigen Abschnitten Direkter Erregernachweis durch RT-PCR und Qualitätssicherung in der Molekularen Diagnostik.
Gemäß § 7 Abs. 1 Nr. 44a IfSG sind der direkte und indirekte Nachweis von SARS-CoV-2 meldepflichtig.
Im Vordergrund steht der direkte Erregernachweis (RT-PCR/NAAT und Antigennachweis). Mit serologischen Tests kann bei einmaliger Untersuchung nicht ausreichend sicher festgestellt werden, ob eine akute Infektion vorliegt. Sollte im Rahmen einer Untersuchungsserie bei einer Person eine Serokonversion oder eine deutliche Titerzunahme für IgG- oder Gesamt-Antikörper in demselben Testverfahren festgestellt werden (Abstand der beiden Tests maximal 30 Tage), kann dies insbesondere bei entsprechender Symptomatik auf eine akute Infektion hinweisen. Der einmalige Nachweis von IgM (oder IgA) lässt nicht sicher auf eine akute Infektion schließen. Die Bewertung, ob der Nachweis auf eine akute Infektion hinweist, muss unter Berücksichtigung der Eigenschaften der jeweils verwendeten Tests, ggf. durchgeführten Voruntersuchungen und anamnestischen Angaben durch das diagnostizierende Labor im Rahmen des laborärztlichen Befundes erfolgen.
Seit 01.01.2021 muss gemäß § 14 Abs. 8 IfSG die Meldung von SARS-CoV-2-Nachweisen elektronisch über DEMIS erfolgen (www.rki.de/demis).
![Orientierender Überblick über Angaben zum Nachweis infektiöser Viren im Kontext von anderen Laborparametern bei COVID-19 im zeitlichen Verlauf ([Ziffern] verweisen auf Referenzen).](/SharedDocs/Bilder/InfAZ/neuartiges_Coronavirus/Grafik_Erregernachweis.png?__blob=normal&v=39 "Orientierender Überblick über Angaben zum Nachweis infektiöser Viren im Kontext von anderen Laborparametern bei COVID-19 im zeitlichen Verlauf ([Ziffern] verweisen auf Referenzen).")
Abb.: Orientierender Überblick über Angaben zum Nachweis infektiöser Viren im Kontext von anderen Laborparametern bei COVID-19 im zeitlichen Verlauf ([Ziffern] verweisen auf Referenzen).
Zum Vorgehen bei Patienten mit bestätigter SARS-CoV-2-Infektion s. www.rki.de/covid-19.
* In epidemiologischen Studien zum Verhalten der Omikronvariante fand sich eine im Vergleich zu anderen Varianten verringerte Inkubationszeit (Brandal et al., 2021; Jansen L, 2021) (Median: 3 Tage, range 0-8 Tage; N=81 in Brandal et al. )
** Die Erkrankungsdauer variiert sehr stark u.a. abhängig von der Krankheitsschwere; auch können bei einigen Patienten einzelne Symptome (z.B. Husten) über Wochen persistieren. Bei mild verlaufender Omikron-Infektion mit Genesung innerhalb von drei Wochen beträgt die mittlere Erkrankungsdauer 7 Tage (Menni et al., 2022).
***Zur Kinetik von Antigennachweisen liegen insbesondere für die präsymptomatische Phase nur begrenzt Daten vor.
Arbeitsgemeinschaft zur Coronavirus-Diagnostik, Institut für Virologie der Charité und Robert Koch- Institut:
Prof. Dr. C. Drosten (Leiter)
Dr. Victor M. Corman (Stellv. Leiter)
Institut für Virologie
Campus Charité Mitte
Charité Universitätsmedizin Berlin
Adresse für Probeneinsendungen:
Labor Berlin – Charité Vivantes GmbH
Sylter Staße 2
13353 Berlin
Einsendeschein: Formular auf der Homepage des Nationalen Referenzzentrums (PDF-Datei)
Kontakt:
Telefon: 030 450 525 092
Telefax: 030 450 525 907
E-Mail: christian.drosten[at]charite.de
victor.corman[at]charite.de
Homepage: https://virologie-ccm.charite.de/diagnostik/konsiliarlaboratorium_fuer_coronaviren/
Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene 1 (Hochpathogene Viren)
Fachgebiet 17 (Influenzaviren und weitere Viren des Respirationstraktes)
Kontakt:
Kontaktformular
Homepage: www.rki.de
Einsendeschein: Begleitschein zur Einsendung von Probenmaterial für die Diagnostik von hochpathogenen Viren (PDF, 343 KB, Datei ist nicht barrierefrei)
Die Gesellschaft für Virologie listet eine Reihe von universitären und öffentlichen Laboratorien in verschiedenen Bundesländern als weitere Ansprechpartner zu Fragen der SARS-CoV-2 Diagnostik auf.
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Stand: 20.12.2023
